Frontières en Matériaux

Matrice extracellulaire

Les interactions entre les protéines de la matrice extracellulaire (ECM) et les cellules jouent un rôle important dans l’organisation du cytosquelette, la croissance cellulaire, la migration cellulaire et le développement des tissus (Zhong et al, 1998 ; Sternlicht et Werb, 2001 ; Stevens et George, 2005). La MEC contient des molécules sécrétées qui constituent le microenvironnement cellulaire. Les principaux constituants de la MEC sont un réseau de gels hydrophiles étendus de glycosaminoglycanes (GAG) et de protéines fibreuses, notamment l’élastine, les collagènes, la laminine et la fibronectine, qui sont reliés par des domaines de liaison spécifiques inter- et intra-moléculaires. Les GAG, tels que l’héparane sulfate, la chondroïtine sulfate et le kératane sulfate, sont des polymères glucidiques très gonflés, attachés aux protéines de la MEC pour former des protéoglycanes. Les GAG peuvent retenir l’eau par osmose pour maintenir les facteurs de croissance, la MEC et les cellules hydratées et actives. Les molécules GAG peuvent réguler un large éventail d’activités biologiques, notamment l’angiogenèse, les processus de développement, les métastases tumorales et la coagulation sanguine (Kim et al., 2011). Par exemple, les collagènes, la protéine la plus abondante de la MEC, représentent 90 % du contenu protéique de la matrice osseuse. Les collagènes sont présents dans la MEC sous forme de protéines fibrillaires et fournissent un échafaudage structurel pour l’hébergement des cellules. Structurellement, le collagène est assemblé à partir du procollagène, qui se compose de trois hélices gauches. Le procollagène fibreux est disposé de manière à former une structure superhélice étendue d’environ 1,5 nm de diamètre et 300 nm de longueur. Les procollagènes peuvent s’auto-assembler spontanément in vivo et in vitro en fibrilles d’une longueur pouvant atteindre plusieurs microns et d’une largeur allant de 10 à 500 nm, avec une périodicité de 67 nm. On a constaté que les états d’agrégation et la distribution spatiale des collagènes modulent le développement cellulaire, et la signalisation par la reconnaissance des intégrines (Hui et al., 2008 ; Huang et al., 2010a).

Les fibronectines sont des glycoprotéines qui attachent les cellules avec les échafaudages de collagène dans l’ECM, permettant aux cellules de migrer à travers l’ECM. Par conséquent, dans l’organisation de la structure de base du réseau ECM et le contrôle des comportements cellulaires, l’attachement des fibronectines sur les collagènes est particulièrement crucial (roekelmann et al., 1991 ; Dalton et al., 1995). Dans les plaies en cours de cicatrisation, par exemple, les fibroblastes expriment des niveaux élevés d’actine de muscle lisse, de procollagène et de fibronectine. Il a été démontré que la fibronectine est un médiateur de l’attachement des cellules au collagène. Ainsi, l’adhésion des cellules à l’ECM est importante pour les comportements ultérieurs de différenciation et de prolifération (Ingber, 2003). Dans l’environnement in vitro, les cellules sont ensemencées sur des surfaces de culture et peuvent rapidement s’adapter à leur environnement en sécrétant des protéines ECM appropriées, telles que la fibronectine, afin de remodeler les surfaces pour une meilleure propagation et adhésion. Les interactions intermoléculaires dans l’ECM changent dynamiquement avec les activités cellulaires. Ce processus complexe est lié à l’environnement de culture, notamment au milieu de culture, aux protéines adsorbées, au substrat sous-jacent et aux types de cellules. Il a été constaté que des niveaux suffisants de fibronectine sont nécessaires pour l’adhésion et l’étalement des cellules sur des surfaces déposées de collagène (Grinnell et Minter, 1978 ; Dewez et al., 1999). De plus, les propriétés de surface des substrats sous-jacents dominent l’adhésion des protéines, ce qui conduit à des contenus de surface, des conformations et des concentrations différentes des protéines déposées. Il faut noter que les systèmes de culture traditionnels, tels que le verre, et le polystyrène de culture tissulaire, facilitant l’adsorption non spécifique des protéines, sont incapables d’étudier définitivement les interactions entre les cellules et un composant/protéine correspondant dans l’ECM.

La plupart des cellules de mammifères peuvent juste croître in vitro lorsqu’elles sont attachées à des surfaces avec dépôt des protéines de l’ECM. L’ECM fournit plus qu’un support structurel et mécanique, des implications dans les niches de cellules souches, le modelage du développement et la progression du cancer. Les propriétés physiques de l’ECM peuvent également jouer un rôle essentiel dans le processus de signalisation. Les structures de la MEC peuvent être extensibles et flexibles, et les différentes tensions mécaniques peuvent imposer des sites cryptiques, qui pourraient ensuite réagir avec leurs récepteurs ou leurs facteurs de croissance. En ce qui concerne les propriétés mécaniques, la MEC peut posséder divers degrés d’élasticité et de rigidité, des tissus osseux durs au cerveau mou, selon leurs constitutions, leurs concentrations et leurs structures de réticulation. L’élasticité de la MEC peut s’étendre sur plusieurs ordres de grandeur, et il a été démontré qu’elle joue un rôle important dans le contrôle de nombreuses fonctions cellulaires, telles que la contraction cellulaire, la prolifération cellulaire, la migration, la différenciation et la mort cellulaire (Discher et al., 2005 ; Engler et al., 2006). En outre, il a été constaté que les nanostructures des protéines ECM peuvent considérablement affecter les activités d’une cellule (Koyama et al., 1996 ; Jones et al., 1997 ; Huang et al., 2010a). Dans la nature, le collagène de type I forme spontanément une structure en hélice. Après le traitement par la chaleur et l’acide, la structure tridimensionnelle régulière du collagène est détruite (collagène dénaturé ou gélatine). De manière surprenante, le collagène dénaturé favorise l’étalement et la prolifération des cellules des muscles lisses (SMC) par rapport au collagène de type sauvage (collagène natif). Une étude mécaniste a proposé que le collagène natif supprime la phosphorylation de la kinase 2 dépendante de la cycline (Cdk2) et de la kinase associée à la cycline E tout en augmentant les niveaux des inhibiteurs de Cdk2 p21Cip1/waf1, et p27Kip1 (Koyama et al., 1996). Cet effet semble contrôler la croissance des cellules souches pulmonaires dans le système de culture primaire (Huang et al., 2010a). Le système comprenait des cellules du stroma, des cellules souches pulmonaires, et du collagène de type I. Lorsque la taille fibrillaire du collagène augmente, la prolifération et la propagation des cellules stromales mésenchymateuses diminuent, ce qui entraîne une inhibition de la croissance des cellules pulmonaires néonatales primaires (Huang et al., 2010a). Par conséquent, les cellules stromales mésenchymateuses servent de cellules de niche pour réguler directement la capacité de renouvellement des cellules souches épithéliales pulmonaires.

Bio-interfaces fonctionnelles dynamiques

Pour mieux comprendre les mécanismes de reconnaissance et de régulation entre la MEC et les cellules, plusieurs systèmes modèles ont été établis à partir de monocouches auto-assemblées (SAM) fonctionnelles (Roberts et al., 1998 ; Xiao et al., 1998 ; Rezania et al., 1999). Les SAMs d’alcanethiolates sur des surfaces d’or peuvent présenter des mélanges de parties arginine-glycine-aspartate (RGD) et oligo(éthylène glycol) (OEG). Le RGD est un tripeptide qui favorise l’adhésion cellulaire en se liant aux récepteurs intégrines de la surface cellulaire, et l’OEG est généralement utilisé pour résister à l’adsorption non spécifique de protéines et de cellules. La fraction et les structures des fragments tripeptidiques RGD ont permis de manipuler les comportements d’adhésion cellulaire. Les systèmes ont permis, dans une certaine mesure, d’élucider les activités biologiques complexes. Cependant, comme mentionné ci-dessus, les propriétés mécaniques et les interactions moléculaires entre les composants de la MEC (c’est-à-dire fibronectine-collagène et GAG-collagène) dans les micro-environnements peuvent déterminer de manière substantielle les activités cellulaires. De plus, les ligands relativement statiques sur les surfaces ne peuvent pas refléter la dynamique des contacts cellule-ECM.

Parce que le dépôt de protéines sur la surface de manière aléatoire ne permettra pas de définir son interaction avec les cellules, une plateforme bien caractérisée est nécessaire. Afin d’examiner les activités cellulaires dans les tissus, une telle plate-forme doit présenter de multiples fonctions, telles que la capacité d’immobiliser des ligands spécifiques, d’empêcher les activités cellulaires trompeuses induites par les protéines non ciblées adsorbées, et de présenter une structure étendue et hydratée de type ECM. Ainsi, les propriétés fonctionnalisables et non encrassantes des substrats deviennent substantielles en tant que plateforme pour la croissance cellulaire. Parmi les nombreux matériaux non encrassants qui peuvent fortement résister à l’adsorption non spécifique des protéines (Ishihara et al., 1998 ; Chen et al., 2010 ; Jiang et Cao, 2010), les matériaux à base de lipides sont considérés comme les meilleurs pour les systèmes biologiques car ils créent un microenvironnement semblable à la membrane cellulaire pour étudier les interactions cellule-cellule et cellule-biomatériau. En particulier, les interactions complexes cellule-cellule et cellule-biomatériau sont hautement dynamiques avec un large éventail de biomolécules dans un contrôle spatio-temporel, comme les processus complexes de signalisation intracellulaire et la réorganisation structurelle. Elles ne peuvent pas être conduites par des systèmes SAM statiques. Afin de suivre la complexité de la membrane cellulaire et des processus associés in vitro, des matériaux synthétiques dynamiques sont développés où le contrôle des caractéristiques des ligands telles que la mobilité, la densité et la présentation sont possibles. Les membranes cellulaires modèles, les bicouches lipidiques supportées (SLB), offrent une approche ascendante pour construire des biointerfaces fonctionnelles dynamiques permettant l’auto-assemblage et la mobilité, la présentation et la distribution des ligands à des endroits donnés (Kocer et Jonkheijm, 2018). Par conséquent, cet article se concentre sur le développement de contacts cellule-ECM en utilisant des SLBs fonctionnels pour élucider les comportements dynamiques complexes afin d’exploiter les caractéristiques clés des membranes cellulaires et leurs interactions avec les ECMs. Sur la base des SLB, des études ont construit un SLB fonctionnalisé modifié avec de petites molécules, comme le peptide RGD (Svedhem et al., 2003 ; Jensen et al., 2004 ; Ochsenhirt et al., 2006) et le facteur de croissance épidermique (Nam et al., 2006) pour contrôler les réponses cellulaires. Cependant, pour élargir la portée et la complexité du microenvironnement, un système biomimétique construit par conjugaison de protéines de la MEC à un SLB fonctionnalisé peut être plus applicable pour illustrer les interactions entre les composants de la MEC et les cellules. La fluidité, le gradient, les propriétés mécaniques, les nanostructures, les interactions intermoléculaires (par exemple, collagène-fibronectine) et intramoléculaires (par exemple, fibrillogenèse du collagène) des composants de la MEC sur les SLB peuvent être définis et évalués pour explorer les réponses cellulaires réelles dans le microenvironnement, ce qui distingue ce type de plate-forme de culture cellulaire des autres plates-formes sur des solides, comme les plastiques, les métaux, les oxydes et les SAM. Par conséquent, SLB offre une plate-forme robuste avec des propriétés uniques similaires à la membrane cellulaire, telles que la non-salissure, l’hydratation, la diffusion latérale, et la capacité de contrôler l’emplacement spatial et la densité des ligands pour un grand potentiel dans la science et l’ingénierie médicale (Sackmann, 1996 ; Groves et al…, 2001).

Systèmes de bicouches lipidiques soutenues par la matrice extracellulaire

Les travaux pionniers du système de culture cellulaire biomimétique basé sur une SLB conjuguée à la MEC ont été menés par le groupe de Chang (Huang et al., 2010b). Ils ont construit une plateforme biomimétique en fonctionnalisant le collagène de type I sur des SLB pour servir de substrat afin de vérifier la culture des cellules et d’étudier les comportements cellulaires , Les vésicules lipidiques fonctionnalisables composées de 1,2-dipalmitoyl-sn-glycéro-3-phosphoéthanolamine-N-(glutaryl) (DP-NGPE) et de 1-palmitoyl-2-oléoyl-sn-glycéro-3-phosphocholine (POPC) ont été déposées sur un substrat SiO2 pour former des SLB (Figure 1). La fraction molaire de DP-NGPE, un phospholipide fonctionnalisé par un acide carboxylique, dans les SLBs a varié de 0 à 40%. Pour créer l’assemblage de bicouches lipidiques fonctionnalisées de collagène de type I, des molécules de collagène natif de type I ont été introduites dans la chambre pour faire réagir les lipides DP-NGPE activés et former des conjugués collagène-lipide stables avec des liaisons amide par la chimie du couplage amine. La cinétique de liaison de l’immobilisation des protéines et les caractéristiques du film (épaisseur, viscoélasticité, conformation et fluidité) ont été contrôlées à l’aide d’une microbalance à cristal de quartz avec dissipation (QCM-D), d’un microscope à force atomique (AFM) et de la récupération de la fluorescence après photoblanchiment (FRAP). Les résultats ont montré que le collagène adsorbé sur les SLB fonctionnalisés ayant un pourcentage élevé de DP-NGPE augmentait leur masse de surface, leur viscoélasticité et leur auto-assemblage en structures fibrillaires. Les données de FRAP ont indiqué que la mobilité latérale des lipides était réduite jusqu’à 20 % après le couplage du collagène de type I aux SLB. Les cellules de muscle lisse (A10) se sont propagées et développées sur la plateforme fonctionnalisée au collagène de manière régulière, contrairement à la bicouche POPC/DG-NGPE sans collagène et à la bicouche lipidique POPC nue. Le système biomimétique simple ascendant, contenant des constituants clés de la membrane plasmique et de l’ECM, offrent la possibilité de révéler la reconnaissance et la réponse cellulaire aux éléments de l’ECM et aux indices physiques.

En plus de l’étude résolue par points, les réponses cellulaires évolutives sur le système ECM-SLB ont été étudiées par le même groupe (Huang et al., 2010c). Dans cette étude, les microenvironnements ECM biomimétiques ont été fabriqués en conjuguant du collagène de type I et/ou de la fibronectine sur les SLB fonctionnalisables contenant du DP-NGPE activé (Figure 2). Les systèmes conjugués aux protéines ont été caractérisés quantitativement par QCM-D en termes de masse de surface, de viscoélasticité et d’interactions collagène-fibronectine. Le retard de mobilité du SLB après conjugaison des protéines et culture cellulaire a été révélé par FRAP. Des fibroblastes NIH 3T3 ont été cultivés sur les constructions ECM-SLB et sur du polystyrène traité au plasma d’oxygène (PSo) pour une comparaison parallèle. Sur les cultures ECM-SLB, le plus grand nombre de cellules et la plus grande taille d’étalement des fibroblastes ont été trouvés sur les SLB déposés par la fibronectine. Néanmoins, aucune différence notable n’a été observée sur les PSo recouverts d’ECM pour toutes les teneurs en protéines. En outre, les données de coloration immunofluorescente ont indiqué que le niveau d’adsorption de la fibronectine, produite de manière endogène par les cellules 3T3, sur les surfaces à base de PSo était manifestement supérieur à celui des plateformes à base de SLB. Ces résultats mettent en évidence le rôle important de la nature antisalissure des SLB sous-jacentes, qui empêche les cellules 3T3 de remodeler efficacement leur microenvironnement. Au contraire, les cellules peuvent facilement remodeler par l’adsorption non spécifique de protéines ECM sur les plateformes à base de PSo. Par conséquent, la plateforme ECM-SLB peut être utilisée pour surveiller et réguler les réponses cellulaires spécifiques aux compositions de l’ECM et les événements de signalisation ultérieurs avec les environnements extracellulaires.

Le groupe de Cho a examiné le comportement des cellules sur des SLB de faible rigidité fonctionnalisés avec soit de la fibronectine, soit du collagène de type I via la chimie de couplage des amines (Vafaei et al., 2017a). Traditionnellement, les plaques de culture cellulaire en plastique présentent un substrat extrêmement rigide, qui ne pourrait pas refléter la rigidité mécanique réelle expérimentée par les cellules dans les microenvironnements physiologiques. Récemment, des élastomères, tels que le polydiméthylsiloxane (PDMS), ont été utilisés pour moduler de larges régimes de rigidité afin de fournir de nombreuses informations importantes sur le rôle des propriétés mécaniques de l’ECM dans les réponses cellulaires (Engler et al., 2006). Néanmoins, les systèmes SLB offrent la possibilité d’accéder aux interfaces les plus souples et les plus fluides pour surveiller les activités cellulaires dans un environnement physiologique. Les vésicules lipidiques sont composées d’une 1,2-dioléoyl-sn-glycéro-3-phosphatidylcholine (DOPC) zwitterionique et de DP-NGPE, qui ont ensuite été déposées sur des lamelles de SiO2 par la méthode de formation de bicouche lipidique assistée par solvant (SALB) (Tabaei et al., 2014 ; Vafaei et al., 2017b). Différente de la méthode conventionnelle de fusion des vésicules, qui implique l’adsorption et la rupture spontanées des vésicules phospholipidiques, et qui est limitée à un sous-ensemble de compositions lipidiques et de supports solides (Huang et al., 2010a,b,c), la méthode de formation SALB est basée sur le phénomène d’évaporation en phase inverse et implique le dépôt de lipides sur une surface solide hydrophile dans un alcool (Tabaei et al., 2014). La méthode SALB a été appliquée avec succès à une grande variété de substrats, tels que l’Au, l’Al2O3 et le graphène, qui sont difficiles à traiter par la méthode conventionnelle (Tabaei et al., 2014 ; Jackman et al., 2015). Les protéines ECM de collagène de type I et de fibronectine ont été conjuguées chimiquement sur les SLB assistés par SALB. Les études QCM-D ont été menées et ont révélé que les ECM sur SLB sont moins denses et ont une flexibilité structurelle plus élevée que lorsqu’elles sont adsorbées sur SiO2 (Vafaei et al., 2017b).

En outre, le substrat à faible rigidité à base de SLB a été fonctionnalisé avec du collagène de type I ou de la fibronectine pour les études d’adhésion cellulaire (Vafaei et al., 2017a). La fluidité latérale du SLB a été finement ajustée en contrôlant la fraction molaire de DP-NGPE et de cholestérol dans le SLB. L’adhésion spécifique des cellules sur la bicouche, à partir des images de fluorescence, a été indiquée par un enrichissement des protéines ECM et l’apparition d’une zone de déplétion autour des cellules. Sur les bicouches à haute teneur en cholestérol, >10% des cellules ont montré une déplétion de la fibronectine ou du collagène. Ceci est dû à la réduction du mouvement latéral des protéines ECM, qui est contrôlé par la viscosité de la bicouche sous-jacente. Par conséquent, la plateforme ECM-SLB avec ajout de cholestérol fournit une gamme de rigidité de substrat pour des applications biomédicales potentielles qui nécessitent l’adhésion des cellules à des surfaces extrêmement peu rigides, comme les tissus neuronaux.

Pour le développement d’une plateforme qui imite plus étroitement le microenvironnement cellulaire, une SLB a été fonctionnalisée avec une matrice extracellulaire décellularisée naturelle (dECM), qui conserve l’ultrastructure 3D et soutient la survie et l’attachement de l’hépatocyte humain Huh 7,5 (Figure 3) (Vafaei et al, 2018). La dECM a été extraite de cadavres de souris et a été décellularisée à l’aide d’un mélange de solution chloroforme/méthanol. La dECM contient des GAG, du collagène et de la fibronectine. Les composants de la dECM ont été chimiquement attachés au SLB contenant le DP-NGPE et le DOPC par la chimie de couplage des amines. La QCM-D a été utilisée pour surveiller la formation de la bicouche et la cinétique du dépôt ultérieur de dECM. Les résultats de FRAP ont confirmé la fluidité de la membrane après la fonctionnalisation avec le dECM. La plate-forme favorise la survie et la fixation des cellules, et maintient la fonction hépatocellulaire représentative. De façon frappante, le regroupement latéral et l’organisation des récepteurs de facteurs de croissance et des ligands de liaison cellulaire en présence de composants dECM dérivés de tissus avec le riche profil biochimique ont été observés sur la plateforme.

Hao et al. ont rapporté l’effet des propriétés mécaniques d’un ECM-SLB sur la différenciation des cellules souches neurales (NSCs) (Hao et al., 2018). Les SLB ont été utilisés pour comme plateforme de culture pour imiter les caractéristiques dynamiques de l’ECM fluide. La fluidité des SLBs a été finement variée par les propriétés de surface des substrats. Les SLB contiennent du 1,2-dipalmitoyl-sn-glycéro-3-phosphoéthanolamine-N-(7-nitro-2-1, 3-benzoxadiazol-4-yl) (NBD-PE), du 1,2-dimyristoyl-sn-glycéro-3-phosphocholine (DMPC), et du 1,2-dipalmitoyl-sn-glycéro-3-phosphoéthanolamine-N-(succinyl) (Succinyl-PE). D’après les mesures FRAP, le SLB sur le verre traité au piranha (P-SLB) présente une plus grande fluidité que celui sur le verre modifié par le chloroformiate de cholestérol (CC-SLB) ou le verre modifié par le chitosan (Cs-SLB). En outre, la fluidité du CC-SLB était légèrement inférieure à celle du Cs-SLB. La fibronectine a ensuite été adsorbée physiquement sur les SLB de différents substrats. Les résultats ont indiqué que le comportement des NSCs était fortement lié à la fluidité des SLBs. Une adhésion focale accrue, une morphologie cellulaire étirée et allongée, un réseau dense de fibres de stress et une différenciation neuronale accrue ont été observés sur les SLB à faible fluidité. Au contraire, moins de formation d’adhérence focale, une morphologie cellulaire ronde, des fibres de stress immatures et une plus grande différenciation des astrocytes ont été trouvés sur le SLB avec une fluidité élevée. Dans les études mécanistiques, ils ont montré que l’activation des voies de signalisation FAK-MEK/ERK est une voie clé pour la formation accrue d’adhérences focales et favorise finalement la différenciation neuronale des CSN sur le SLB à faible fluidité. Ces travaux ont permis de mieux comprendre l’effet de la MEC dynamique sur le comportement des cellules souches et d’améliorer l’efficacité des applications des cellules souches.

Des liposomes attachés sur des SLB ont été établis pour l’hybridation de l’ADN (Benkoski et Hook, 2005 ; Yoshina-Ishii et al., 2005), la liaison biotine-streptavidine (Patel et al., 2009) et l’administration de médicaments (Tseng et Chang, 2012). Les systèmes de liposomes captifs ont été appliqués à la reconstitution de protéines membranaires pour étudier les interactions protéine-lipide et protéine-protéine, ainsi qu’à l’encapsulation de protéines pour la détection de biomolécules uniques. Une construction biomimétique contenant des ECM-SLB a été formée avec du polyéthylène glycol (PEG), de la fibronectine et des liposomes contenant du cholestérol (Tseng et Chang, 2012). Les SLB étaient constitués de 1,2-dipalmitoyl-sn-glycéro-3-phosphoéthanolamine-N-cap-biotinyl (b-PE) fonctionnel et de POPC zwitterionique. Les liposomes encapsulés dans le médicament ont été immobilisés par l’interaction biotine-streptavidine (Figure 4). La construction liposome-SLB sert de plateforme multifonctionnelle pour la libération des médicaments et la fixation des cellules. La formation de la plateforme modèle fibronectine-liposome-SLB a été suivie in situ avec la QCM-D. L’excellente stabilité des liposomes fixés en surface sur les SLB a été mise en évidence par une sonde fluorescente encapsulée. Elle montre que < 20% du contenu de la sonde fluorescente a été libéré en 8 jours. Des cellules HeLa ont été cultivées sur la plateforme fibronectine-liposome-SLB pour étudier les interactions cellulaires. La fibronectine s’est avérée essentielle pour améliorer l’adhésion des cellules HeLa sur les plateformes. Par conséquent, après l’adhésion des cellules, les liposomes ont été réorganisés dans l’espace et engloutis par les cellules. La densité de surface des liposomes chargés de doxorubicine détermine l’apoptose des cellules HeLa, confirmant l’efficacité de l’administration du médicament par les liposomes. Par conséquent, la plate-forme modèle multifonctionnelle pourrait être bénéfique en tant que système de libération contrôlée pré-administrée pour les essais cellulaires et tissulaires.

En plus des protéines de l’ECM, les GAGs présentent de multiples fonctions dans les tissus, notamment en fournissant un support, en médiant la différenciation et la division cellulaires et en prenant part à des interactions importantes avec les protéines. La compréhension des interactions liées aux GAG est intrinsèquement difficile et nécessite des plateformes appropriées et définies. Svedhem et al. ont montré deux stratégies d’immobilisation pour coupler chimiquement le GAG chondroïtine sulfate (CS) aux SLB fluides : 1. en activant les groupes carboxyle sur le CS avant l’ajout d’un lipide à fonction amino, c’est-à-dire, 1,2-dioléoyl-sn-glycéro-3-phosphoéthanolamine-N-(lauroylamine) (DOPE-NH2) ; 2. en activant des phospholipides à fonction carboxy, comme le 1,2-dioléoyl-sn-glycéro-3-phosphoéthanolamine-N-(lauroyl) (DOPE-COOH), puis en ajoutant du CS à fonction hydrazide (Altgarde et al., 2013). La formation des SLB et la conjugaison ultérieure ont été suivies in situ en utilisant la QCM-D. Les résultats montrent que les deux stratégies ont donné des films minces de CS avec des propriétés viscoélastiques similaires. La fluidité de la bicouche lipidique n’a pas été affectée par la conjugaison des CS. Ainsi, l’application de la plateforme CS développée sur les SLB a été exemplifiée pour le facteur de croissance inducteur osseux protéine morphogénétique osseuse-2.

Résumé et perspectives

L’établissement des microenvironnements pour la croissance et les régulations des cellules in vitro reste un défi. La complexité des ECMs était absente dans les systèmes de culture cellulaire réguliers, ce qui inclut la fluidité, le gradient, la propriété mécanique, les nanostructures et les interactions inter- et intra-moléculaires. Le système biomimétique SLB conjugué aux composants de la MEC a permis de mieux comprendre les réponses cellulaires réelles dans le microenvironnement in vivo. Le SLB présente des caractéristiques uniques de fluidité, de résistance à l’encrassement, de polyvalence et de biocompatibilité. Jusqu’à présent, nous n’avons pas trouvé d’alternative pouvant être utilisée dans le même but. Les propriétés physiques des plateformes SLB-ECM peuvent être clairement définies en appliquant des instruments avancés, tels que QCM-D, AFM et FRAP, pour corréler les réponses cellulaires. De plus, les comportements dynamiques des cellules sur les plates-formes SLB-ECM devraient être intéressants à suivre car les compositions et les structures de l’ECM changent durablement avec la croissance des cellules. Sur la plateforme SLB-ECM, les chercheurs peuvent observer les interactions de reconnaissance spécifiques entre les cellules et leur microenvironnement pour une traduction directe des activités biologiques sur le système de culture artificiel. Au-delà des études fondamentales, la plateforme SLB-ECM est censée être utile pour diverses applications, telles que le dépistage de médicaments, la capture de cellules rares, la médecine de régénération et la biodétection.

Contributions des auteurs

C-JH est responsable de la recherche documentaire et de la rédaction. Y-CC est responsable de la rédaction et de la révision.

Funding

MOST 105-2628-E-008-007-MY3 ; 106-2119-M-194-002 ; 107-0210-01-19-01 ; 107-2119-M-001-039 du ministère de la Science et de la Technologie (MOST), Taiwan, et Academia Sinica, Taiwan.

Déclaration de conflit d’intérêts

Les auteurs déclarent que la recherche a été menée en l’absence de toute relation commerciale ou financière qui pourrait être interprétée comme un conflit d’intérêts potentiel.

Remerciements

Nous remercions le ministère des Sciences et de la Technologie (MOST 105-2628-E-008-007-MY3 ; 106-2119-M-194-002 ; 107-2119-M-001-039) pour le soutien financier de ce projet.

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