Proprio come altri tag di breve affinità (His-tag, FLAG-tag), lo Strep-tag può essere facilmente fuso a proteine ricombinanti durante il subclonaggio del suo cDNA o gene. Per la sua espressione sono disponibili vari vettori per vari organismi ospiti (E. coli, lievito, insetto e cellule di mammifero). Un vantaggio particolare dello Strep-tag è la sua dimensione piuttosto piccola e il fatto che è biochimicamente quasi inerte. Pertanto, il ripiegamento o la secrezione della proteina non sono influenzati e di solito non interferisce con la funzione della proteina. Lo strep-tag è particolarmente adatto per l’analisi delle proteine funzionali, perché la procedura di purificazione può essere mantenuta in condizioni fisiologiche. Questo non solo permette l’isolamento di proteine sensibili in uno stato nativo, ma è anche possibile purificare complessi proteici intatti, anche se solo una subunità porta il tag.
Nel primo passo del ciclo di purificazione Strep-tag, il lisato cellulare contenente la proteina di fusione Strep-tag viene applicato ad una colonna con Strep-Tactin immobilizzato (passo 1). Dopo la proteina taggata ha specificamente legato a Strep-Tactin, una breve fase di lavaggio con un buffer fisiologico (ad esempio PBS) rimuove tutte le altre proteine ospite (passo 2). Questo è dovuto alla sua straordinaria bassa tendenza a legare le proteine non specificamente. Poi, la proteina di fusione Strep-tag purificato è delicatamente eluito con una bassa concentrazione di desthiobiotin, che compete specificamente per la tasca di legame biotina (passo 3). Per rigenerare la colonna, destiobiotina viene rimosso mediante applicazione di una soluzione contenente HABA (un colorante giallo azo). La rimozione della destatiobiotina è indicata da un cambiamento di colore da giallo-arancione a rosso (fase 4 + 5). Infine, la soluzione HABA viene lavata con un piccolo volume di tampone in esecuzione, rendendo così la colonna pronta per l’uso per la prossima esecuzione di purificazione.