Int J Med Sci 2012; 9(4):262-268. doi:10.7150/ijms.4243
Research Paper
Firat Selvi1 
, Merva Soluk Tekkesin2, Sirmahan Cakarer1, S. Cemil Isler1, Cengizhan Keskin1
1. Istanbul University, Dentistry Faculty, Department of Oral and Maxillofacial Surgery, Istanbul, Turkey.
2. Istanbul University, Institute of Oncology, Department of Tumor Pathology & Cytology, Istanbul, Turkey.
Selvi F, Tekkesin MS, Cakarer S, Isler SC, Keskin C. Keratocystic Odontogenic Tumors: Predictive Factors of Recurrence by Ki-67 and AgNOR Labelling. Int J Med Sci 2012; 9(4):262-268. doi:10.7150/ijms.4243. Available from https://www.medsci.org/v09p0262.htm
Cel: Celem pracy było zbadanie ewentualnej roli Ki-67 i argyrophilic nucleolar organizing regions (AgNOR) pomiędzy nawrotowymi i niewznawiającymi się keratocystycznymi guzami odontogennymi (KCOT). Kolejnym celem było porównanie korelacji pomiędzy tymi dwoma markerami.
Materiał i metody:22 KCOT zostały ocenione retrospektywnie. Rzeczywista aktywność proliferacyjna KCOT była mierzona indeksem znakowania Ki-67 i liczbą argyrofilnych regionów organizujących jądra AgNOR w każdym jądrze. Wyniki: Nawrót wystąpił u 3 pacjentów (13,6%) w okresie obserwacji (średni okres obserwacji, 37,8 miesięcy) Liczba Ki-67 i AgNOR była istotnie wyższa w zmianach nawrotowych w porównaniu do zmian nienawrotowych. (p=0,045; p=0,049) Stwierdzono dodatnią korelację pomiędzy liczbą Ki-67 i AgNOR (r=0,853 p=0,0001).
Wnioski: W granicach obecnego badania można sądzić, że Ki-67 i AgNOR mogą być pomocne jako markery prognostyczne dla nawrotów KCOT. Markery te wzmocniły znaczenie nowej klasyfikacji zmiany jako guza odontogennego. Enukleacja z wyłyżeczkowaniem lub dekompresja po enukleacji z wyłyżeczkowaniem jest prostym i odpowiednim modelem chirurgicznym w leczeniu KCOT, pomimo relatywnie wysokiego odsetka nawrotów. Z drugiej strony, leczenie zachowawcze można wybrać tylko wtedy, gdy nie ma inwazji na kość gnykową, nie ma przerywanej lizy korowej i nie ma inwazji tkankowej.
Słowa kluczowe: keratocystic odontogenic tumors, Ki-67, AgNOR
Wprowadzenie
Keratocystic odontogenic tumor (KCOT) zdefiniowany przez Światową Organizację Zdrowia (WHO), jest łagodnym, śródkostnym nowotworem pochodzenia zębowego, z charakterystyczną wyściółką z parakeratynizowanego warstwowego nabłonka płaskiego (1). Zwiększona aktywność nabłonka, potwierdzona we wcześniejszych badaniach, w których porównywano KCOT z innymi torbielami odontogennymi, może tłumaczyć wysoki odsetek nawrotów KCOT. Niektóre z nich są związane z zespołem nevoid basal cell carcinoma (2).
Badania immunohistochemiczne obejmowały KCOT przy użyciu różnych markerów proliferacji i apoptozy. Aktywność proliferacyjna nabłonka wyściełającego KCOT była przedmiotem różnych badań przy użyciu różnych markerów proliferacji, takich jak Ki-67 (2). Ki-67 jest prototypowym białkiem jądrowym związanym z cyklem komórkowym, ulegającym ekspresji przez proliferujące komórki we wszystkich fazach aktywnego cyklu komórkowego. Ulega ono szybkiej degradacji po mitozie, a okres półtrwania wykrywalnego antygenu wynosi godzinę lub mniej (3). Immunohistochemiczne wykrywanie Ki-67 zostało wykorzystane do oceny potencjału proliferacyjnego zdrowych komórek, jak również zmian przednowotworowych i nowotworowych (4).
Regiony organizatora jąder (NORs) są pętlami DNA, które ulegają transkrypcji do rybosomalnego RNA. Białko związane z NOR staje się widoczne w jądrze metodą barwienia srebrem pod mikroskopem świetlnym i zostało nazwane argyrofilnym białkiem NOR (Ag-NOR) (5). Zaproponowano kilka różnych metod określania tempa proliferacji w guzach nowotworowych. Barwienie srebrem Ag-NORs jest uważane za najlepszy i najbardziej opłacalny marker do oceny zachowania proliferacyjnego zmiany. Szybkość obrotu komórkowego jest oceniana przez szybkość cyklu komórkowego, tak aby ocenić tempo wzrostu zmiany, co jest łatwo oceniane przez liczbę AgNOR na jądro. Ilość AgNOR stanowi parametr kinetyki komórkowej i może być wykorzystana do celów prognostycznych. Wykazano, że liczba AgNOR oferuje wskaźnik prognostyczny w różnych nowotworach złośliwych (6,7).
Zainteresowanie patologów białkami AgNOR wzrosło znacznie pod koniec lat 80-tych po obserwacji, że komórki złośliwe często wykazują większą ilość białek AgNOR w porównaniu z odpowiednimi komórkami łagodnymi lub prawidłowymi. Metoda AgNOR stała się powszechna wśród patologów, w różnych dziedzinach patologii nowotworów (8).
Celem niniejszej pracy było zbadanie zachowania klinicznego KCOT w odniesieniu do nawrotów, poprzez ocenę barwienia Ki-67 i AgNOR. Kolejnym celem było zbadanie korelacji pomiędzy tymi dwoma markerami i wykazanie ich możliwej roli prognostycznej w tych zmianach.
Materiał i metody
W niniejszym badaniu dokonano retrospektywnego przeglądu KCOT leczonych przez dwóch chirurgów szczękowo-twarzowych od stycznia 2004 do sierpnia 2010 roku. U każdego pacjenta rejestrowano informacje kliniczne i histologiczne. Kryterium włączenia do badania było rozpoznanie histopatologiczne „KCOT”. Wykluczono przypadki, które były wcześniej leczone w innym ośrodku. Z badania wykluczono również przypadki, u których obserwacja trwała krócej niż 1 rok i które były związane z zespołem raka podstawnokomórkowego (nevoid basal cell carcinoma – NBCCS). Rozpoznanie histopatologiczne oparto na kryteriach wykazujących parakeratynizację nabłonka wyściełającego, zgodnie z wytycznymi WHO (1).
Według tych kryteriów do badania wybrano łącznie 22 rozpoznane histopatologicznie KCOT. Przed operacją wykonywano rutynowo radiogramy panoramiczne. W zależności od cech klinicznych (wielkość, lokalizacja anatomiczna) guza wykorzystano również tomografię komputerową. Dane obejmowały: wiek w momencie rozpoznania, płeć pacjentów, lokalizację zmiany, objawy kliniczne (ból, obrzęk, infekcja), sposób leczenia i nawrót choroby (tab. 1).
Wszystkie badane osoby były oceniane klinicznie i radiologicznie w regularnych odstępach czasu. Panoramiczne zdjęcia radiologiczne wykonano w 6 i 12 roku w pierwszym roku pooperacyjnym, a następnie raz w roku. Średni okres obserwacji wynosił 37,8 miesiąca.
Barwienie immunohistochemiczne
Dla celów immunohistochemii bloki parafinowe były cięte seryjnie na odcinki o grubości około 5 μm na naładowanych szkiełkach. Po pierwsze, sekcje zostały spenetrowane i wysuszone przez noc w autoklawie (56 0C). Następnie deparafinowano je ksylenem przez 30 min, przemywano 99% alkoholem przez 15 min, a następnie 96% alkoholem i wodą destylowaną. W badaniach użyto zestawu Histostain-Plus Bulk Kit (Zymed 2nd Generation, LAB-SA Detection System, 85-9043). W celu odzyskania antygenu wycinki poddawano czterokrotnej mikrofalowej obróbce przez 5 min w buforze cytrynianowym (Ph 6,0). Aktywność endogennej peroksydazy blokowano przez inkubację skrawków z 3% H2O2 i przemywano wodą destylowaną, a następnie odczekano w PBS przez 5 min. Aby zapobiec reakcjom niespecyficznym, sekcje inkubowano z roztworem blokującym. Jako przeciwciała pierwotnego użyto Ki-67 w rozcieńczeniu 1:50 (Zymed Laboratories, Mouse, Monoclonal, Clone 7B11). Szkiełka były inkubowane z Ki-67 przez 120 min. Przeciwciało drugorzędowe reagowało przez 25 min. Do wizualizacji reakcji użyto chromogenu AEC (Zymed Laboratories, 00-2007, Lot No:319293A). Na koniec, sekcje były barwione hematoksyliną Mayera, przykrywane i oceniane w mikroskopie świetlnym.
Barwienie AgNOR
Do barwienia AgNOR, bloki parafinowe były cięte na sekcje o grubości około 5 μm. Sekcje były deparafinowane ksylenem przez 30 minut i przemywane 99% alkoholem przez 15 minut, a następnie 96% alkoholem i wodą destylowaną. Szkiełka zanurzano w roztworze kwasu cytrynowego i etanolu (1:3). 50% roztwór azotanu srebra zmieszano z 2 g/dl roztworu żelatyny rozpuszczonej w 1g/dl kwasu mrówkowego w proporcji 1:2 i inkubowano w ciemnym pomieszczeniu przez 30 min. Po zmyciu wody destylowanej, sekcje odwodniono etanolem, oczyszczono ksylenem, pokryto szkiełkiem nakrywkowym i oceniono w mikroskopie świetlnym.
Demografia pacjentów i charakterystyka zmian z Kİ-67 i Ag NOR.
| Płeć | Wiek | Miejsce | Odwiedziny (miesiące) | Metoda leczenia | Powrót | Kİ-67 | AgNOR | |
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| 1 | M | 68 | Mandible anterior | 34 | dekompresja i enukleacja z łyżeczkowaniem | – | 4 | 3,60 |
| 2 | M | 25 | Mandible posterior | 17 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 3,5 | 2,70 |
| 3 | M | 55 | Mandible posterior | 16 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 3 | 3,30 |
| 4 | M | 58 | Przedtrzonowiec żuchwy i przedni | 46 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 2,8 | 2,20 |
| 5 | M | 65 | Przedtrzonowiec i tylny | 65 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 2,3 | 3,10 |
| 6 | F | 51 | Przedtrzonowiec i przedni | 41 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 4 | 3,51 |
| 7 | F | 32 | Mandible posterior, ramus | 29 | dekompresja i enukleacja z wyłyżeczkowaniem | + | 6 | 4,50 |
| 8 | F | 32 | Mandible posterior | 41 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 4 | 3,60 |
| 9 | M | 50 | Mandible anterior | 38 | enucleation with curettage | – | 5,5 | 4,60 |
| 10 | M | 50 | Przedtrzonowiec żuchwy i przedni | 38 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 4 | 3,70 |
| 11 | M | 37 | Maxilla, posterior, premolar, anterior | 37 | enucleation with curettage | + | 4,5 | 4,00 |
| 12 | F | 69 | Przedtrzonowiec żuchwy | 41 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 4 | 3,90 |
| 13 | M | 24 | Maxilla premolar, tylny | 64 | enukleacja z łyżeczkowaniem | + | 4 | 4,10 |
| 14 | M | 50 | Mandible posterior | 19 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 4 | 3,80 |
| 15 | F | 40 | Mandible posterior | 20 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 4,5 | 4,30 |
| 16 | M | 62 | Przedtrzonowiec żuchwy | 12 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 4,5 | 4,40 |
| 17 | M | 56 | Przedtrzonowiec żuchwy | 72 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 5 | 4,45 |
| 18 | M | 53 | Maxilla, posterior, premolar, anterior | 53 | enucleation with curettage | – | 2,5 | 3,20 |
| 19 | M | 39 | Mandible posterior, przedtrzonowiec, | 38 | enukleacja z kiretażem | – | 3 | 3,33 |
| 20 | F | 49 | Mandible posterior | 39 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 3 | 4,50 |
| 21 | M | 58 | Mandible posterior | 38 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 3 | 3,70 |
| 22 | F | 21 | Maxilla anterior | 34 | enukleacja z wyłyżeczkowaniem | – | 3,5 | 3,30 |
Metody oceny
Slajdy z immunostarbem Ki-67 badano przy 400-krotnym powiększeniu w mikroskopie Olympus BX60. W nabłonku, pozytywne i negatywne komórki były liczone w 5 sąsiadujących i następujących po sobie polach mikroskopowych wysokiej mocy. Liczbę komórek dodatnich dzielono do całkowitej liczby komórek zliczonych w całej warstwie. Wynik mnożono przez 100, uzyskując odsetek komórek dodatnich. Szkiełka barwione AgNOR badano przy 1000-krotnym powiększeniu z olejkiem immersyjnym w mikroskopie Olympus BX60. Liczba AgNOR w jądrze była liczona w 250 komórkach dla każdego przypadku. Czarne kropki/zgrupowane skupiska w obrębie jąder komórkowych były liczone jako jedna kropka. Średnia liczba AgNORs została podzielona na całkowitą liczbę komórek.
Analiza statystyczna
Analiza statystyczna była wspomagana przez oprogramowanie statystyczne NCSS (Number Cruncher Statistical System) 2007 (Utah, USA). Do oceny parametrów jakościowych zastosowano test Chi-kwadrat oraz dokładny test Fishera. Do oceny statystyk opisowych (mediana, zakres międzykwartylowy) (SD) i różnic między grupami zastosowano test U Manna-Whitneya. Prawdopodobieństwo mniejsze niż 0,05 przyjmowano jako istotne.
Wyniki
Wieki członków grupy nawracającej okazały się statystycznie niższe niż członków grupy nienawracającej (p=0,035). Nie zaobserwowano istotnej statystycznie różnicy pomiędzy grupami nawracającymi i nienawracającymi w zakresie obserwacji. (p=0,472). Stwierdzono, że wartości Ki-67 w grupie nawrotów były statystycznie wyższe niż w grupie bez nawrotów. (p=0,045). Wartości AgNOR w grupie nawrotowej okazały się statystycznie wyższe niż w grupie bez nawrotu (p=0,049) (tab. 2).
Porównanie zmian nawrotowych i bez nawrotu.
| Nienawrotowe | Wznawiające | MW | p | |
|---|---|---|---|---|
| Mediana (IQR) | Mediana (IQR) | |||
| Wiek | 51 (40-…58) | 32 (24-37) | 6,5 | 0,035 |
| Dalszy ciąg | 38 (34-50) | 42 (37-64) | 21 | 0,472 |
| Kİ-67 | 3,5 (3-4) | 4,5 (4-6) | 8 | 0,045 |
| AgNOR | 3,6 (3,3-3,9) | 4,1 (4-5,5) | 8 | 0,049 |
Większość komórek Ki- 67 wykrywanych w warstwach suprabazalnych (Rycina 1) Kropki AgNOR były wyższe w jądrach komórek subrabazalnych niż bazalnych w KCOT (Rycina 2).
Nie zaobserwowano statystycznie istotnej różnicy pomiędzy grupą nawrotową i nienawrotową w odniesieniu do płci (p=0,952).
Nie zaobserwowano statystycznie istotnej różnicy pomiędzy Kİ-67 i AgNOR w odniesieniu do przedziału wiekowego.
Stwierdzono statystycznie istotną dodatnią korelację pomiędzy wartościami Kİ-67 i AgNOR. (r=0,853 p=0,0001). (Tabela 3).
Reprezentatywny fotomikrograf keratocystycznego guza odontogennego barwionego Ki-67. Immunoreaktywność obserwowano szczególnie w nadbazalnych warstwach komórek nabłonka wyścielającego. (x400)
(Kliknij na obraz, aby powiększyć.)
Prezentatywny fotomikrograf barwienia argyrofilic nucleolar organizing regions (AgNOR). Kropki AgNOR były wyższe w jądrze komórek subrabazalnych niż komórek podstawnych w keratocystycznym guzie odontogennym. (x1000)
(Kliknij na obraz, aby powiększyć.)
Korelacja pomiędzy AgNOR i Kİ-6.
| Kİ-67 | ||
|---|---|---|
| AgNOR | r | 0,853 |
| p | 0,0001 |
Dyskusja
W naszym badaniu nie zaobserwowano istotnej statystycznie różnicy pomiędzy grupą nawracającą i nienawracającą w odniesieniu do płci; Chociaż niektórzy autorzy uważają, że płeć może odgrywać istotną rolę w częstości nawrotów (9,10). Inni uważają, że płeć nie jest istotną determinantą nawrotów (11,12,13).
Stwierdzono, że wiek członków grupy z nawrotami był statystycznie niższy niż członków grupy bez nawrotów (p=0,035). Sytuacja ta była podobna do stwierdzonej przez Forssell i wsp. oraz Gonzalez-Alva i wsp., którzy odnotowali większą częstość nawrotów u młodych pacjentów (14, 15). Sytuacja ta może być związana z tym, że młodsi pacjenci często otrzymują bardziej zachowawcze podejście, takie jak zachowanie zębów towarzyszących, jak przedstawiono w naszym badaniu.
Opracowano konserwatywne i agresywne podejścia do postępowania w KCOT. Przy wyborze metody leczenia należy wziąć pod uwagę wiek pacjenta, wielkość zmiany, historię wcześniejszych nawrotów, zajęcie tkanek miękkich i cechy histologiczne (16). W metodzie zachowawczej proponuje się enukleację prostą z wyłyżeczkowaniem lub bez, marsupializację i dekompresję. Metody agresywne obejmują: ostektomię obwodową, chemiczne wyłyżeczkowanie roztworem Carnoya oraz radykalną resekcję okostnej, tkanek lub kości (17, 18). Leczenie KCOT jest nadal kontrowersyjne. Niedawny przegląd Cochrane wykazał, że istnieje potrzeba dobrze przeprowadzonych randomizowanych, kontrolowanych badań klinicznych dotyczących postępowania w KCOT (19).
Odsetek nawrotów opisywanych KCOT waha się od 0% do 100% (2, 18, 20, 21). Uważa się, że te znaczne rozbieżności są związane z różną długością okresu obserwacji pooperacyjnej, zastosowanymi technikami operacyjnymi lub włączeniem przypadków z zespołem nevoid basal cell carcinoma (NBCCS). Guzy różnią się także pod względem agresywności, co przyczynia się do zróżnicowania wzorów nawrotów (18). Wskaźnik nawrotów jest najwyższy w przypadku prostej enukleacji (bez wyłyżeczkowania) i wynosi od 9% do 62,5% (22). Resekcja oferuje wysoki odsetek wyleczeń, ale powoduje znaczną chorobowość, taką jak utrata ciągłości szczęki lub zniekształcenie twarzy. Dlatego powinna być zarezerwowana tylko dla agresywnych lub nawracających zmian, lub dla pacjentów, którzy nie mogą być ściśle monitorowani po leczeniu zachowawczym (22). W naszym badaniu wszystkie przypadki były leczone enukleacją z łyżeczkowaniem, jak opisali Boffano i wsp. (23). Do usunięcia około 2 mm kości korowej wokół pozostałej kości po enukleacji użyto wiertła chirurgicznego. Tylko w 2 przypadkach wykonano dekompresję przed enukleacją z wyłyżeczkowaniem. Odsetek nawrotów wynosił 13,6%; podobnie jak w doniesieniach, w których enukleacja z wyłyżeczkowaniem była metodą leczenia KCOT, przedstawionych w naszym badaniu (18, 23). Z drugiej strony częstość nawrotów w naszym badaniu okazała się raczej niska w porównaniu z wcześniejszymi doniesieniami, w których wykazano prostą metodę enukleacji jako leczenie KCOT (24,25,26, 27).
Pacjenci są nadal pod okresową obserwacją w naszej instytucji. Z drugiej strony donoszono, że KCOT może nawracać nawet po 6 do 25 latach od enukleacji (25). W związku z tym nie jest możliwe wyciągnięcie długoterminowych wniosków dotyczących częstości nawrotów w odniesieniu do średniego czasu obserwacji (37,8 miesięcy) w niniejszym badaniu.
Donoszono, że KCOT, które były zlokalizowane w okolicy trzonowej żuchwy, miały znacznie wyższe wskaźniki nawrotów niż te w innych lokalizacjach. Uważa się, że trudność w usunięciu wszystkich śladów nabłonka jest głównym czynnikiem prowadzącym do nawrotów (17). W naszym badaniu tylko jedna z nawrotowych zmian była obserwowana w żuchwie (nr 7 w tabeli 1). Zmiana miała wielkość ponad 5 cm i była zlokalizowana w tylnej części żuchwy, unosząc się aż do wyrostka kłykciowego. Po 8 miesiącach od odbarczenia guza wykonano enukleację z wyłyżeczkowaniem. Po 11 miesiącach od enukleacji nastąpił nawrót zmiany, którą ponownie leczono w ramach tego samego postępowania zachowawczego. Nawrót był związany z trudnym dostępem chirurgicznym, dużymi rozmiarami, a także biologicznie agresywnym zachowaniem samej zmiany, co zostało wykazane najwyższym indeksem znakowania Ki67 i liczbą AgNORs. Usunięcie guza w jednym kawałku nie było możliwe. Pozostałe dwie zmiany nawrotowe były widoczne w szczęce. Rozmiary zmian przekraczały 4 cm, a zmiany usunięto w jednym kawałku. Rozmiary guzów nienawrotowych wahają się od 1 do 5 cm. Nawroty można tłumaczyć leczeniem zachowawczym (resekcja korzeni) zębów towarzyszących. Ekstrakcje zębów zostały ograniczone do minimum. Chorzy odmawiali wielokrotnych ekstrakcji zębów i akceptowali ryzyko nawrotu choroby. Dlatego uważa się, że niektóre pozostałości guza, które były związane z zębami, mogą być przyczyną nawrotów, jak donosi Pogrel (28).
KCOT powstają z komórek nabłonka odontogennego i pozostałości blaszki zębowej, a także z rozszerzeń komórek podstawnych nabłonka jamy ustnej. Komórki nabłonkowe w KCOT wydają się mieć inny potencjał proliferacyjny niż komórki innych zmian odontogennych (4).
Przeciwciała Ki-67 są przydatne w ustalaniu frakcji rosnącej komórek w nowotworach. Wykazano, że ekspresja Ki-67 jest wyższa w nabłonku KCOT w porównaniu z torbielami rozwojowymi i zapalnymi, przy czym większość komórek Ki- 67 jest wykrywana w warstwach nadpaznokciowych, jak podano w naszych badaniach (2, 3, 29).
Ograniczona liczba badań została opublikowana na temat oceny AgNORs w torbielach i guzach odontogennych. W badaniach tych zaobserwowano sprzeczne wyniki (6, 30,31,32,33,34). Coleman i wsp. badali, czy AgNORs mogą mieć wartość w odróżnianiu różnych torbieli odontogennych od jednojamowej ameloblastoma. Stwierdzili oni, że liczba AgNOR nie ma znaczenia diagnostycznego i nie może być wykorzystana do odróżnienia różnych torbieli odontogennych od siebie nawzajem ani od unicystic ameloblastoma (30). Allison i Spencer przeprowadzili liczenie AgNOR w torbielach przyzębia wierzchołkowego, torbielach zębopochodnych, keratocystach odontogennych, ameloblastoma i rakach podstawnokomórkowych. Wykazali oni istotne różnice pomiędzy KCOT a torbielą przyzębia wierzchołkowego. W badaniu tym średnia liczba AgNOR dla wszystkich torbieli odontogennych wahała się od 2,02 do 2,65, a dla ameloblastoma wynosiła 2,24. Na podstawie uzyskanych wyników stwierdzili, że metoda ta nie ma ani wartości diagnostycznej, ani prognostycznej w tych zmianach (34). W badaniach własnych w KCOT punkty AgNOR były wyższe w jądrze komórek podnamiotowych niż podstawnych. Średnie wartości AgNORs okazały się wyższe w odniesieniu do zakresu liczenia podawanego w literaturze (6, 32, 34).
Różnice w literaturze mogą być związane z różnicami w metodzie barwienia i protokole liczenia AgNOR oraz z powodu różnicy w wielkości prostej. Dlatego zgadzamy się z Gadbail i wsp. oraz Eslami i wsp., którzy zalecają standardowy protokół barwienia AgNOR i protokół liczenia (6, 32).
Istnieje kilka czynników zakłócających analizę zależności pomiędzy nawrotem KCOT a zmiennymi kliniczno-patologicznymi i immunohistochemicznymi. Nie ulega wątpliwości, że postępowanie chirurgiczne jest najbardziej istotnym czynnikiem wpływającym na nawroty po jakichkolwiek interwencjach chirurgicznych. Nie badano jednak tego zjawiska w grupie poddawanej pojedynczemu zabiegowi chirurgicznemu z powodu KCOT w celu zmniejszenia wpływu czynników zakłócających. Ponadto niewiele wiadomo na temat związku między ekspresją markerów proliferacji komórek a nawrotami w KCOT w zakresie ryzyka nawrotu dla zmiennych zależnych od czasu (18). Wyniki badań własnych wykazały wyższą ekspresję Ki-67 i liczbę AgNOR w zmianach nawrotowych w porównaniu do zmian nienawrotowych. Z drugiej strony Li i wsp. wykazali brak istotnych różnic pomiędzy zmianami prostymi (nawrotowymi) i nawrotowymi w zakresie ekspresji Ki-67 (35).
Ograniczeniem tego badania jest fakt, że oceniano tylko dwa markery. Z drugiej strony, ważnym punktem tego badania jest wykazanie dodatniej korelacji pomiędzy Ki-67 i AgNORs w nadbazalnych warstwach komórkowych KCOT. Tę istotną dodatnią korelację wykazali również Gadbail i wsp. (6).
Kolejnym ograniczeniem jest mała liczebność próby zmian nawrotowych. W naszym badaniu nawrót był obecny tylko u 3 z 22 badanych. Podobnie Kuroyanagi i wsp. (18) odnotowali 4 zmiany nawrotowe wśród 32 osób, u których rozpoznano KCOT. Stwierdzili oni wyższy poziom Ki-67 w grupie z nawrotami i zasugerowali, że marker ten może być zalecany jako czynnik prognostyczny. Nasze wyniki pokrywają się z wynikami Kuroyanagi i wsp. (18) dotyczącymi ekspresji Ki-67. Dodatkowo, zgodnie z naszymi wynikami, zalecamy, aby AgNOR mógł być użyteczny jako marker prognostyczny w KCOTS.
Wniosek
Ki-67 i AgNOR mogą być użyteczne jako markery prognostyczne w KCOTs. Do oceny AgNOR potrzebny jest standardowy protokół. Dodatnia korelacja tych markerów wzmacniała nowotworowy charakter KCOT. Wyższa ekspresja tych markerów w zmianach nawrotowych jest istotna w celu rozważenia dodatkowych interwencji chirurgicznych poprawiających rokowanie.
Podziękowania
Autorzy dziękują firmie „ARK Biostatistical Office” za wykonanie analiz statystycznych niniejszego badania.
Zainteresowania konkurencyjne
Autorzy oświadczyli, że nie istnieją żadne konkurencyjne interesy.
1. Philipsen HP. Keratocystic odontogenic tumour. In: (ed.) Barnes L, Eveson JW, Reichart P, Sidransky D. World Health Organization classification of tumours: pathology and genetic of head and neck tumours. Lyon: IARC Press. 2005:306-7
2. Mendes RA, Carvalho JF, van der Waal I. A comparative immunohistochemical analysis of COX-2, p53, and Ki-67 expression in keratocystic odontogenic tumors. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2011;111:333-9
3. Ayoub MS, Baghdadi HM, El-Kholy M. Immunohistochemical detection of laminin-1 and Ki-67 in radicular cysts and keratocystic odontogenic tumors. BMC Clin Pathol. 2011;11:4
4. de Oliveira MG, Lauxen Ida S, Chaves AC, Rados PV, Sant’Ana Filho M. Odontogenic epithelium: immunolabeling of Ki-67, EGFR and survivin in pericoronal follicles, dentigerous cysts and keratocystic odontogenic tumors. Head Neck Pathol. 2011;5:1-7
5. Nakamura S, Takeda Y, Okabe Y, Yoshida T, Ohtake S, Kobayashi K, Kanno M, Matsuda T. Argyrophilic proteins of the nucleolar organizer region in acute leukemias and its relation to the S-phase fraction of leukemic cells. Acta Haematol. 1992;87(1-2):6-10
6. Gadbail AR, Chaudhary M, Patil S, Gawande M. Actual Proliferating Index and p53 protein expression as prognostic marker in odontogenic cysts. Oral Dis. 2009;15:490-8
7. Pillai KR, Sujathan K, Madhavan J, Abraham EK. Significance of silver-stained nucleolar organizer regions in early diagnosis and prognosis of oral squamous cell carcinoma: a multivariate analysis. In Vivo. 2005;19:807-12
8. Trerè D. Barwienie AgNOR i kwantyfikacja. Micron. 2000;31:127-31
9. Morgan TA, Burton CC, Qian F. A retrospective review of treatment of the odontogenic keratocyst. J Oral Maxillofac Surg. 2005;63:635-639
10. Ahlfors E, Larsson A, Sjogren S (1984) The odontogenic keratocysts. a benign cystic tumor? J Oral Maxillofac Surg. 1984;42:10-19
11. Habibi A, Saghravanian N, Habibi M, Mellati E, Habibi M. Keratocystic odontogenic tumor: a 10-year retrospective study of 83 cases in an Iranian population. J Oral Sci. 2007;49:229-235
12. Myoung H, Hong SP, Hong SD, Lee JL, Lim CY, Choung PH, Lee JH, Choi JY, Seo BM, Kim MJ. Odontogenic keratocyst: review of 256 cases for recurrence and clinicopathologic parameters. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2001;91:328- 333
13. Anand VK, Arrowood JP Jr, Krolls SO. Odontogenic keratocysts: a study of 50 patients. Laryngoscope. 1995;105:14-16
14. Forssell K, Forssell H, Kahnberg KE. Recurrence of keratocysts. A long-term follow-up study. Int J Oral Maxillofac Surg. 1988;17:25-28
15. González-Alva P, Tanaka A, Oku Y, Yoshizawa D, Itoh S, Sakashita H, Ide F, Tajima Y, Kusama K. Keratocystic odontogenic tumor: a retrospective study of 183 cases. J Oral Sci. 2008;50:205-12
16. Tolstunov L, Treasure T. Surgical treatment algorithm for odontogenic keratocyst: combined treatment of odontogenic keratocyst and mandibular defect with marsupialization, enucleation, iliac crest bone graft, and dental implants. J Oral Maxillofac Surg. 2008;66:1025-36
17. Hyun HK, Hong SD, Kim JW. Recurrent keratocystic odontogenic tumor in the mandible: a case report and literature review. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2009;108(2):e7-10
18. Kuroyanagi N, Sakuma H, Miyabe S, Machida J, Kaetsu A, Yokoi M, Maeda H, Warnakulasuriya S, Nagao T, Shimozato K. Prognostic factors for keratocystic odontogenic tumor (odontogenic keratocyst): analysis of clinico-pathologic and immunohistochemical findings in cyst treated by enucleation. J Oral Pathol Med. 2009;38:386-92
19. Sharif FNj, Oliver R, Sweet C, Sharif MO. Interventions for the treatment of keratocystic odontogenic tumours (KCOT, odontogenic keratocysts (OKC)). Cochrane Database Syst Rev. 2010;8(9):CD008464
20. Zecha JA, Mendes RA, Lindeboom VB, van der Waal I. Recurrence rate of keratocystic odontogenic tumor after conservative surgical treatment without adjunctive therapies – A 35- year single institution experience. Oral Oncol. 2010;46:740-2
21. Mendes RA, Carvalho JF, van der Waal I. Characterization and management of the keratocystic odontogenic tumor in relation to its histopathological and biological features. Oral Oncol. 2010;46:219-25
22. Kukreja P, Godhi SS. Keratocystic odontogenic tumor: A review. J Maxillofac Oral Surg. 2009;8:127-131
23. Boffano P, Ruga E, Gallesio C. Keratocystic odontogenic tumor (keratocystic odontogenic keratocyst): preliminary retrospective review of epidemiologic, clinical, and radiologic features of 261 lesions from University of Turin. J Oral Maxillofac Surg. 2010;68:2994-9
24. T.A. Morgan, C.C. Burton and F. Qian, A retrospective review of treatment of the odontogenic keratocyst. J Oral Maxillofac Surg. 2005;63:635-639
25. Stoelinga PJW. Long term follow up on keratocyst treated according to a defined protocol. Int J Oral Maxillofac Surg. 2001;30:14-25
26. Teronen O, Hietanen J, Lindqvist C. et al. Mast cell derived tryptase in odontogenic cysts. J Oral Pathol Med. 1996;25:376-381
27. Browne RM. The odontogenic keratocyst: Clinical aspects. Br Dent J. 1970;128:225-231
28. Pogrel MA. Leczenie keratocyst. The case for decompression and marsupialization. J Oral Maxillofac Surg. 2005;63:1667-73
29. Gurgel CA, Ramos EA, Azevedo RA, Sarmento VA, da Silva Carvalho AM, dos Santos JN. Expression of Ki-67, p53 and p63 proteins in keratocyst odontogenic tumours: an immunohistochemical study. J Mol Histol. 2008;39(3):311-6
30. Tsuneki M, Yamazaki M, Cheng J, Maruyama S, Kobayashi T, Saku T. Combined immunohistochemistry for the differential diagnosis of cystic jaw lesions: its practical use in surgical pathology. Histopathology. 2010;57(6):806-13
31. Savithri V, Sudha S, Shameena PM, Varghese I. A clinicopathologic study of odontogenic keratocyst and the role of AgNORs in cell proliferation. Oral and Maxillofac Pathol J. 2010;1:1
32. Eslami B, Yaghmaei M, Firoozi M, Saffar AS. Nucleolar organizer regions in selected odontogenic lesions. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2003;95(2):187-92
33. Coleman HG, Altini M, Groeneveld HT. Nucleolar organizer regions (AgNORs) in odontogenic cysts and ameloblastomas. J Oral Pathol Med. 1996;25(8):436-40
34. Allison RT, Spencer S. Nucleolar organiser regions in odontogenic cysts and ameloblastomas. Br J Biomed Sci. 1993;50(4):309-12
35. Li TJ, Browne RM, Matthews JB. Epithelial cell proliferation in odontogenic keratocysts: a comparative immunocytochemical study of Ki67 in simple, recurrent and basal cell naevus syndrome (BCNS)-associated lesions. J Oral Pathol Med. 1995;24(5):221-6
Kontakt z autorem
.