Wie andere Kurzaffinitäts-Tags (His-Tag, FLAG-Tag) kann der Strep-Tag bei der Subklonierung seiner cDNA oder seines Gens leicht an rekombinante Proteine fusioniert werden. Für seine Expression stehen verschiedene Vektoren für unterschiedliche Wirtsorganismen (E. coli, Hefe, Insekten- und Säugetierzellen) zur Verfügung. Ein besonderer Vorteil des Strep-Tags ist seine relativ geringe Größe und die Tatsache, dass er biochemisch nahezu inert ist. Daher wird die Proteinfaltung oder -sekretion nicht beeinflusst und die Proteinfunktion in der Regel nicht beeinträchtigt. Strep-tag eignet sich besonders für die Analyse funktioneller Proteine, da das Reinigungsverfahren unter physiologischen Bedingungen durchgeführt werden kann. Dies ermöglicht nicht nur die Isolierung empfindlicher Proteine in nativem Zustand, sondern auch die Reinigung intakter Proteinkomplexe, selbst wenn nur eine Untereinheit den Tag trägt.
Im ersten Schritt des Strep-tag-Reinigungszyklus wird das Zelllysat, das Strep-tag-Fusionsprotein enthält, auf eine Säule mit immobilisiertem Strep-Tactin aufgebracht (Schritt 1). Nachdem das markierte Protein spezifisch an Strep-Tactin gebunden hat, werden in einem kurzen Waschschritt mit einem physiologischen Puffer (z. B. PBS) alle anderen Wirtsproteine entfernt (Schritt 2). Dies ist auf die außerordentlich geringe Neigung von Strep-Tactin zurückzuführen, unspezifische Proteine zu binden. Anschließend wird das gereinigte Strep-Tag-Fusionsprotein vorsichtig mit einer niedrigen Konzentration von Desthiobiotin eluiert, das spezifisch um die Biotin-Bindungstasche konkurriert (Schritt 3). Um die Säule zu regenerieren, wird das Desthiobiotin durch Auftragen einer HABA-haltigen Lösung (ein gelber Azofarbstoff) entfernt. Die Entfernung von Desthiobiotin wird durch einen Farbwechsel von gelb-orange nach rot angezeigt (Schritt 4+5), und schließlich wird die HABA-Lösung mit einem kleinen Volumen an Laufpuffer ausgewaschen, so dass die Säule für den nächsten Reinigungslauf bereit ist.